一、细胞基本属性（客服：小烽：18030101858）

培养核心操作

1. 传代操作

• 当细胞密度达 70%-80%（上皮细胞单层铺满瓶壁，无明显堆叠，保留多边形形态）时，弃去旧培养基，用无菌 PBS 轻柔冲洗细胞表面 1 次，避免损伤贴壁细胞层。
• 加入胰酶温和消化，待细胞边缘收缩、间隙增大（约 2-3 分钟，需密切观察，避免过度消化）后，立即加入含 20% FBS 的 DF12 培养基终止消化（高浓度 FBS 可快速中和胰酶活性）。
• 用移液器轻柔吹打细胞至单细胞悬液，按 1:3-1:5 比例接种到新培养瓶，全程动作缓慢，防止破坏细胞形态，维持结肠癌细胞的增殖特性。

2. 换液操作

• 每 2-3 天更换 1 次新鲜培养基，换液时先缓慢倾倒旧培养基（避免直接冲击细胞层导致细胞脱落），再用 PBS 冲洗 1 次，最后加入足量 “DF12+20% FBS+1% P/S” 培养基，确保营养满足细胞需求。
• 若发现培养基较快变黄（代谢旺盛），可适当缩短换液间隔，避免代谢废物堆积抑制细胞活性。

3. 冻存操作

• 选取对数期（增殖旺盛、上皮形态均一、无杂细胞）的细胞，胰酶消化后 1000rpm 离心 5 分钟，弃上清收集细胞沉淀。
• 用无血清冻存液重悬细胞至 1×10⁶-2×10⁶cells/ml，分装到冻存管后，按 “4℃静置 30 分钟→-20℃放置 2 小时→-80℃过夜→转入液氮” 的梯度降温，减少低温对癌细胞的损伤，保留其生物学特性。

4. 复苏操作

• 从液氮中取出冻存管，立即放入 37℃水浴速融（1-2 分钟内完全融化，避免冰晶反复冻融），迅速将细胞悬液转移至离心管。
• 加入 5 倍体积新鲜 “DF12+20% FBS+1% P/S” 培养基稀释，1000rpm 离心 5 分钟弃上清，用预热至 37℃的培养基重悬细胞后接种，24 小时后观察细胞贴壁情况，48 小时后按常规换液。